Plateau Cytométrie & tri cellulaire

Le plateau de cytométrie et tri cellulaire de l’Institut Toulousain des Maladies Infectieuses et Inflammatoires est rattaché à la Plateforme technologique des sciences du vivant Toulouse Réseau Imagerie (TRI), labellisée IBiSA et membre de l’infrastructure nationale France-BioImaging. Le plateau, certifié iso 9001 version 2015 et NF X50-900 version 2016, propose un ensemble de ressources et de compétences dédiées au tri cellulaire et à l’analyse par cytométrie en flux et en image. Ce plateau, intégré dans une zone de confinement L2, est équipé de 4 analyseurs, 3 trieurs de cellules et 1 cytomètre en image. Le personnel assure du conseil, de l’assistance, des formations ainsi que de l’enseignement à l’Université de Toulouse. Le personnel du plateau pet également vous accompagner dans la mise au point et le développement de projets de recherche sous forme de collaboration.

 

L'équipe
Responsables : F.E.L’Faqihi-Olive & V.Duplan-Eche

Prestations de service

Analyse et tri cellulaire à la demande des équipes de recherche appartenant à des organismes publics ou privés.

Recherche et Développement

Le personnel du plateau peut vous accompagner dans la mise au point et le développement de projets de recherche sous forme de formations et/ou de collaborations.

NOUVEAU : Mise à disposition de panels 30 paramètres optimisés sur le cytomètre BD FACSymphony

Formation, conseil, expertise

  • Formation à l’utilisation des appareils
  • Aide à la mise en place ou l’optimisation d’un protocole expérimental
  • Mise en place de panels multicouleurs optimisés
  • Aide à l’analyse et l’interprétation des résultats
  • Expertises pour les laboratoires privés
  • Formations continues
  • Formations CNRS Entreprises
    • Retraitement des données avec FlowJo
    • Cytométrie avancée et standardisation
    • Cytométrie en Image

Applications

Analyse par cytométrie en flux

  • Multimarquages membranaires
  • Multimarquages intracelluaires
  • Cycle cellulaire
  • FRET
  • Analyses multiplex
  • Flux calcique

Analyse par cytométrie en image

  • Comptage de spots
  • Translocation nucléaire
  • Autophagie
  • Cycle cellulaire
  • Internalisation

Tri cellulaire

  • Tri haute vitesse
  • 4 voies de tri
  • Module de clonage

Retraitement des données

Formation et accompagnement aux logiciels dédiés à l’analyse des données de cytométrie en flux (FlowJo, OMIQ ) et en image (IDEAS)

Équipements

Trieurs de cellules

Caractéristiques communes

  • Vitesse de tri : 10000 à 30000 cellules/seconde, Possibilité de trier 4 populations simultanément, Unité de clonage

Équipements

  • FACSARIA-SORP (BD Biosciences) 4 sources d’excitation (488nm, 630nm, 405nm et 355nm), 13 fluorescences. Configuration (pdf)
  • FACSARIA-II (BD Biosciences) 3 sources d’excitation (488nm, 630nm, 405nm). 11 fluorescences Configuration (pdf)
  • FACSARIA-FUSION (BD Biosciences) 5 sources d’excitation (355nm, 405nm, 488nm, 561nm, 630nm), 18 fluorescences. Configuration (pdf)
Cytomètres
  • Symphony A5 (BD Biosciences) 5 sources d’excitation (355 nm, 405 nm, 488 nm, 561nm et 637 nm) mesure de 30 fluorescences. Configuration (pdf)
  • Fortessa X20 (BD Biosciences) 5 sources d’excitation (355 nm, 405 nm, 488 nm, 561nm et 640 nm) mesure de 18 fluorescences. Configuration (pdf)
  • LSR-Fortessa (BD Biosciences) 4 sources d’excitation (405 nm, 488 nm, 561nm et 633 nm) mesure de 16 fluorescences. Configuration (pdf)
  • MACSQuant10 (Miltenyi Biotec) 3 sources d’excitation 405nm, 488nm et 633nm mesure de 8 fluorescences. Configuration (pdf)

Réservation

Cytomètre en image

ImageStreamX MarkII

  • 3 sources d’excitation : 405nm, 488nm et 633nm
  • 3 tailles d’objectif : 20x, 40x et 60x
  • Collecte simultanément jusqu’à 6 images de chaque cellule à l’aide d’une caméra CCD
  • Quantifie sur un grand nombre de cellules de nombreux paramètres morphologiques (forme, taille, intensité, localisation, internalisation…)

Configuration (pdf)

Réservation

Logiciels

 

 

Réservation

Contact & réservation

Une formation est obligatoire pour les personnes qui souhaitent travailler en autonomie sur l’ensemble des cytomètres. Chaque utilisateur doit remplir une fiche de demande et signer le règlement intérieur.  Il doit faire une demande de validation avant de pouvoir se réserver en ligne sur les appareils.

Les personnes souhaitant une assistance ou les utilisateurs n’ayant pas accès au planning doivent prendre rendez-vous avec le personnel du plateau.

Pour les trieurs de cellules qui sont pilotés par le personnel, il est impératif de formuler sa demande de rendez-vous auprès du plateau.

Nous écrire
05 62 74 83 90
05 31 54 79 11

Autres informations

Le comité de pilotage

Responsable scientifique : S. Laffont-Pradines

  • F. Masson (Equipe N. Blanchard)
  • S. Fruchon / Y. Degboe (Equipe J. Ausseuil / R. Poupot)
  • A. Dejean / F. Bucciarelli (Equipe A. Saoudi / L. Liblau)
  • N. Collercandy (Equipe J. Izopet / B. Lagane)
  • H. Martin (Equipe D. Dunia / C. Malnou)
  • C. Pérals (Equipe N. Fazilleau / S. Guerder)
  • A. Loste (Equipe N. Gaudenzio)
  • B. Salomon (Equipe J. Van-Meerwijk / O. Joffre)
  • N. Rouquié (Equipe R. Lesourne / L. Dupré)
  • M. Savignac (Equipe J.C. Guéry)
  • J. Kamphuis (Equipe L. Reber)
  • S. Garnier (Equipe M. Simon)
  • M. Diaz Munoz (Equipe M. Diaz Munoz)
  • H. El Costa (Equipe N. Jabrane-Ferrat)
  • E. Espinosa (IRSD)
Publications
2024

A flow cytometry method for quantitative measurement and molecular investigation of the adhesion of bacteria to yeast cells. Schiavone M, Dagkesamanskaya A, Vieu PG, Duperray M, Duplan-Eche V, François JM. Sci Rep. 2024 Sep 9;14(1):20935

LFA-1 nanoclusters integrate TCR stimulation strength to tune T-cell cytotoxic activity. Lacouture C, Chaves B, Guipouy D, Houmadi R, Duplan-Eche V, Allart S, Destainville N, Dupré L. Nat Commun. 2024 Jan 9;15(1):407. doi: 10.1038/s41467-024-44688-3.

2022

A selective LIS1 requirement for mitotic spindle assembly discriminates distinct T-cell division mechanisms within the T-cell lineage. Argenty J, Rouquié N, Bories C, Mélique S, Duplan-Eche V, Saoudi A, Fazilleau N, Lesourne R. Elife. 2022 Dec 15;11:e80277. doi: 10.7554/eLife.80277.

Outer membrane vesicles produced by pathogenic strains of Escherichia coli block autophagic flux and exacerbate inflammasome activation.  David L, Taieb F, Pénary M, Bordignon PJ, Planès R, Bagayoko S, Duplan-Eche V, Meunier E, Oswald E. Autophagy. 2022 Dec;18(12):2913-2925. doi: 10.1080/15548627.2022.2054040. Epub 2022 Apr 7.

2021

Stochastic asymmetric repartition of lytic machinery in dividing CD8+ T cells generates heterogeneous killing behavior. Lafouresse F, Jugele R, Müller S, Doineau M, Duplan-Eche V, Espinosa E, Puisségur MP, Gadat S, Valitutti S. Elife. 2021 Jan 11;10:e62691. doi: 10.7554/eLife.62691.

2019

Increased CXCR3+ T Cells Impairs Recruitment of T-Helper Type 17 Cells via Interferon γ and Interleukin 18 in the Small Intestine Mucosa During Treated HIV-1 Infection. Loiseau C, Requena M, Nayrac M, Mavigner M, Cazabat M, Iscache AL, Carrere N, Suc B, Alric L, Izopet J, Delobel P. J Infect Dis. 2019 Jul 31;220(5):830-840. doi: 10.1093/infdis/jiz123.

2017

IL-33 fine tunes mast cell degranulation and chemokine production at the single-cell level. Joulia R, L’Faqihi FE, Valitutti S, Espinosa E. J Allergy Clin Immunol. 2017 Aug;140(2):497-509.e10. doi: 10.1016/j.jaci.2016.09.049. Epub 2016 Nov 19.

2016

Cytotoxic, apoptotic, and sensitization properties of ent-kaurane-type diterpenoids from Croton tonkinensis Gagnep on human liver cancer HepG2 and Hep3b cell lines. Pham MQ, Iscache AL, Pham QL, Gairin JE. Fundam Clin Pharmacol. 2016 Apr;30(2):137-46. doi: 10.1111/fcp.12176. Epub 2016 Jan 18.

 

Formulaires de demande et liens utiles
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